腦靜脈血管內皮細胞的分離方法主要包括酶消化法和機械刮脫法，以下是具體的操作步驟：
 

　　一、酶消化法
 

　　材料準備：
 

　　無菌溶液：所有用于培養的溶液都需在37℃水浴中預熱。
 

　　血管選擇：通常選擇新鮮的腦靜脈血管，確保血管無損傷、無凝血阻塞。
 

　　血管處理：
 

　　將血管放入含有抗生素(如青霉素和鏈霉素)的D-Hanks液中。
 

　　在血管兩端插入磨平的注射器針頭并用絲線扎緊。
 

　　用注射器從一端注入D-Hanks液沖洗血管，直至流出的液體無血跡。
 

　　酶消化：
 

　　注入適量的膠原酶溶液(濃度通常為0.1%)，使血管充盈。
 

　　將血管放入37℃無菌的D-Hanks液中消化一段時間(如15分鐘)。
 

　　細胞收集：
 

　　收集血管內的酶溶液，并注入含血清的培養液(如M199培養液)沖洗血管。
 

　　將收集到的液體合并于同一容器內，進行離心處理(如1000r/min離心7~10分鐘)。
 

　　去除上清液，用含血清的培養液重新懸浮細胞備用。
 

　　二、機械刮脫法
 

　　血管準備：
 

　　選擇適當長度的腦靜脈血管。
 

　　用D-Hanks液將血管內、外沖洗干凈。
 

　　刮取內皮細胞：
 

　　在無菌條件下沿血管縱軸剪開，使血管內皮朝上向外暴露。
 

　　再用D-Hanks液沖洗血管內壁。
 

　　用刮刀輕輕刮取內膜表面的內皮細胞。刮取時動作應輕柔均勻，刮刀與表面的角度適中，避免損傷血管壁。
 

　　細胞收集與處理：
 

　　將刮下的細胞懸浮于培養液中。
 

　　進行離心處理以去除雜質和上清液。
 

　　用含血清的培養液重新懸浮細胞備用。
 

　　注意事項
 

　　無菌操作：整個分離過程需在無菌條件下進行，以避免細胞污染。
 

　　酶的選擇與濃度：根據血管類型和大小選擇合適的酶類型和濃度。膠原酶是常用的酶之一，但不同來源和批次的膠原酶活性可能有所不同，因此在使用前需進行活性測定。
 

　　消化時間：消化時間不宜過長或過短，以免影響細胞的活性和數量。通常需根據酶的活性和血管類型進行調整。
 

　　細胞活力與純度：分離后的細胞需進行活力檢測和純度鑒定。常用的活力檢測方法包括臺盼藍染色法、MTT法等；純度鑒定則可通過免疫熒光染色、流式細胞術等方法進行。